Cours Électrophysiologie 1

La membrane transforme une répartition inégale d’ions et une perméabilité sélective en signaux électriques. Pour les interpréter, il faut relier les propriétés de la membrane aux gradients ioniques, puis à la conductance et à la force motrice.

Le potentiel, mesuré en volts (souvent mV), représente une différence électrique ; le courant, mesuré en ampères (souvent pA ou nA), est un déplacement net de charges. La résistance, en ohms, s’oppose au courant, tandis que la conductance, en siemens, mesure la facilité de passage et vaut l’inverse de la résistance. Ainsi, à résistance identique, une différence de potentiel plus grande produit un courant plus grand.

Le gradient chimique tend à déplacer un ion de la région la plus concentrée vers la moins concentrée ; le gradient électrique attire les charges opposées et repousse les charges de même signe. Leur combinaison constitue le gradient électrochimique. À l’équilibre, ces influences se compensent pour l’ion considéré : son flux net est nul si la membrane lui est perméable.

Le potentiel d’équilibre Eion est la valeur de Vm pour laquelle le flux net de cet ion s’annule. Il dépend du rapport des concentrations externe et interne, de la valence z et de la température. À environ 37 °C, pour un cation monovalent dont la concentration est plus élevée à l’extérieur, le rapport externe/interne est supérieur à 1 et le potentiel calculé est positif ; le signe de z et l’ordre des concentrations doivent être conservés.

Un canal ouvert rend le passage possible, mais ne crée pas à lui seul un courant : celui-ci dépend de la conductance disponible et de la force électromotrice Vm − Eion. Si Vm = Eion, la force motrice et le courant net de cet ion sont nuls malgré l’ouverture du canal. Pour un cation, une entrée de charges positives est un courant entrant et une sortie un courant sortant ; pour un anion, le sens du courant conventionnel est opposé au déplacement physique. Les tracés représentent souvent l’entrant vers le bas, mais il faut vérifier leur convention.

Les canaux forment des pores hydrophiles sélectifs et permettent un passage rapide selon le gradient électrochimique. Les transporteurs lient un ou plusieurs solutés, puis changent de conformation pour les transférer. Les pompes utilisent une source d’énergie, souvent l’ATP, pour déplacer des solutés contre leur gradient. La contribution d’un canal au courant dépend aussi du nombre de canaux fonctionnels et de leur probabilité d’ouverture : un canal présent mais fermé contribue peu.

Les poissons électriques, notamment la torpille, sont connus depuis l’Antiquité et ont nourri les premières réflexions sur l’électricité animale. Leurs effets physiologiques étaient observés, mais leur mécanisme demeurait inconnu : l’observation d’une décharge ne suffisait pas à expliquer comment elle agissait sur l’organisme.

Aristote et Pline ont décrit les phénomènes associés aux poissons électriques, sans disposer d’outils permettant d’en établir le mécanisme. Plus largement, la conception des « esprits animaux » cherchait à rendre compte de la communication entre le cerveau, les nerfs et les muscles. Ces explications témoignent des interrogations de l’époque, mais précèdent une interprétation fondée sur des mesures expérimentales.

L’expérimentation a progressivement relié plus directement les phénomènes électriques aux fonctions nerveuses et musculaires. Le changement essentiel est de passer d’une explication proposée pour rendre compte d’un effet à l’observation de phénomènes physiologiques mesurables. Cette démarche rend possible l’étude de l’activité électrique dans des structures biologiques, plutôt que sa seule interprétation à partir d’observations générales.

Les progrès des électrodes et de l’amplification électronique ont affiné les mesures, jusqu’à permettre l’étude de signaux très faibles. Le patch-clamp a ensuite rendu possible l’enregistrement du courant traversant un canal ionique individuel : l’analyse peut ainsi porter sur l’activité d’une seule unité, plutôt que seulement sur une activité globale. Cette évolution instrumentale relie les observations à l’échelle de l’organisme aux phénomènes cellulaires et moléculaires.

Aujourd’hui, l’électrophysiologie est associée à la biologie moléculaire, à l’imagerie, à l’expression de protéines et à la détermination de structures tridimensionnelles. Ces approches complémentaires permettent de mettre en relation la forme d’un canal et son fonctionnement, en articulant l’observation électrique avec l’étude de la molécule.

Un potentiel se mesure en comparant le point étudié à un potentiel de référence. Les électrodes détectent cette différence ; un amplificateur et un système d’acquisition la rendent visible au cours du temps. Le type et la position des électrodes déterminent l’échelle observée : tissu, cellule ou membrane transmembranaire.

Placée près d’une cellule ou d’un tissu sans pénétrer dans le cytoplasme, l’électrode extracellulaire enregistre les variations produites par des groupes de cellules. Le signal dépend de la distance, de l’orientation, du nombre de cellules actives et de la géométrie du tissu ; il ne donne donc pas directement le potentiel membranaire d’une cellule isolée.

Une légère dépression maintient une cellule ou un fragment de tissu contre l’ouverture de l’électrode, sans nécessairement perforer la membrane. Cette méthode peut enregistrer l’activité d’un nerf ou d’un muscle ; la qualité du scellement, la position de l’électrode et l’intégrité du tissu conditionnent le signal.

La microélectrode traverse la membrane, tandis qu’une électrode de référence reste à l’extérieur : leur différence mesure le potentiel transmembranaire. Elle permet d’observer le potentiel de repos, des variations graduées et des potentiels d’action, éventuellement pendant une stimulation. La pénétration peut endommager la cellule et exige une grande stabilité mécanique.

L’ECG illustre l’enregistrement extracellulaire à l’échelle de l’organisme : des électrodes à la surface du corps mesurent les différences de potentiel liées à l’activation électrique du cœur. Il renseigne sur la fréquence, le rythme et la propagation de l’activation, ainsi que sur certaines anomalies de conduction, mais ne mesure pas le potentiel d’action d’une cellule myocardique isolée.

En current-clamp, l’injection d’un courant connu permet d’étudier notamment le potentiel de repos, la variation de potentiel, le seuil et la fréquence des potentiels d’action. En voltage-clamp, l’appareil fixe le potentiel et injecte le courant nécessaire pour le maintenir ; ce courant sert à estimer les courants membranaires. La capacité membranaire et les conductances variables compliquent la réponse réelle en current-clamp.

Dans un neurone typique, une dépolarisation suffisante active les canaux sodiques voltage-dépendants (NaV) : l’entrée de Na⁺ accélère la phase ascendante. Les NaV s’inactivent ensuite tandis que les canaux potassiques voltage-dépendants (KV) s’ouvrent ; la sortie de K⁺ contribue à la repolarisation, parfois suivie d’une hyperpolarisation transitoire. Par exemple, après le seuil, l’entrée sodique précède la sortie potassique. Les phases et leurs mécanismes varient selon le type cellulaire.

La période réfractaire absolue est notamment liée à l’inactivation des NaV : la cellule ne peut pas déclencher immédiatement un nouveau potentiel d’action. Pendant la période réfractaire relative, l’excitabilité reste réduite, le temps que la cellule récupère ; la réponse dépend alors de son état électrique et de la disponibilité des canaux.

Le patch-clamp mesure le courant traversant un fragment de membrane ou l’ensemble de la membrane cellulaire. Une micropipette de verre remplie de solution conductrice est appliquée contre la membrane ; une légère aspiration crée un scellement de très haute résistance, le giga-seal. La pipette, ses électrodes, une électrode de référence dans le bain, un amplificateur et un système d’acquisition permettent de commander le potentiel ou le courant et d’enregistrer le signal. Le giga-seal réduit les fuites et rend détectables des courants très faibles, jusqu’à l’échelle du picoampère.

Dans un enregistrement unitaire, les ouvertures apparaissent en paliers : à conditions fixes, l’amplitude est approximativement constante, mais les transitions entre états sont stochastiques. Un enregistrement de nombreux canaux donne un courant macroscopique, somme de leurs courants ; son amplitude dépend du courant unitaire, du nombre de canaux et de leur activité d’ouverture. Ainsi, un courant global accru ne prouve pas à lui seul que chaque canal conduit davantage.

Pour un canal individuel en environnement relativement intact, choisir cell-attached ; pour contrôler le côté intracellulaire, inside-out ; pour appliquer un ligand du côté externe, outside-out. Les courants de toute la cellule s’étudient généralement en whole-cell. Si la conservation des constituants intracellulaires est importante, le patch perforé peut être préférable.

L’interprétation dépend de la qualité du scellement, de la résistance d’accès, des capacités parasites, du bruit, de la compensation capacitive, de la température et des solutions ioniques. Une résistance d’accès trop élevée déforme les courants rapides et rend imparfait le contrôle du potentiel. La compensation capacitive et le filtrage influencent le signal ; filtrer réduit le bruit, mais peut atténuer des événements très brefs. Il faut donc vérifier les solutions, les réglages et la configuration avant de comparer des traces ou d’attribuer un courant.

Étudier des canaux endogènes consiste à enregistrer ceux que la cellule exprime naturellement. Cette approche relie leur activité à un contexte biologique pertinent, mais l’attribution d’un courant à un canal particulier devient difficile lorsque plusieurs types de canaux sont présents.

Le tissu natif conserve l’organisation et l’environnement cellulaire les plus proches de la situation physiologique. Pour étudier un tubule rénal, on peut isoler un segment défini par microdissection, avec une digestion contrôlée par collagénase pour faciliter la dissociation. L’accès technique peut rester difficile, notamment à cause de la matrice extracellulaire.

Dans un épithélium, il faut distinguer la membrane apicale, tournée vers la lumière tubulaire, de la membrane basolatérale, tournée vers l’interstitium et le sang. Les canaux des deux faces peuvent différer et contribuer à des fonctions distinctes ; identifier la face étudiée est donc essentiel pour interpréter les mesures.

Les cellules isolées proviennent directement d’un tissu, et leur culture primaire en conserve souvent certaines caractéristiques au début. Toutefois, le phénotype peut évoluer avec le temps, le milieu et la densité cellulaire. Ainsi, des fibroblastes cardiaques cultivés peuvent changer de phénotype et, avec lui, leurs propriétés biologiques et leurs canaux.

Les lignées se divisent et peuvent être repiquées longtemps : elles facilitent la culture et la reproductibilité. En contrepartie, elles peuvent se dédifférencier et s’éloigner du phénotype initial. Certaines servent à étudier des canaux particuliers, comme CFTR dans des cellules épithéliales pulmonaires ou coliques.

L’expression hétérologue fait produire le canal d’intérêt par une cellule qui ne l’exprime pas, ou peu. On introduit son ADNc, souvent par transfection, notamment à l’aide de lipides cationiques, de phosphate de calcium ou d’électroporation. Comparer les cellules transfectées à des cellules non transfectées permet de tester si le canal contribue au courant ; il faut aussi vérifier son expression et sa localisation membranaire, et considérer les effets de la cellule hôte.

Les cellules HEK peuvent être transfectées avec l’ADNc d’un canal tel que TRPM4, ce qui simplifie son étude et permet de nombreux réplicats. Un signal plus fréquent ou plus important après transfection appuie une contribution du canal, sans suffire à lui seul si l’expression ou la localisation n’a pas été vérifiée.

On peut injecter dans l’ovocyte de Xénope un ARN messager codant le canal ; la cellule produit alors la protéine, que l’on étudie électrophysiologiquement. Son grand volume facilite la manipulation, mais son environnement cellulaire diffère de celui du tissu d’origine.

La protéine canal, purifiée depuis un tissu ou un système d’expression, est insérée dans une bicouche lipidique reconstituée, sous forme de vésicule ou de membrane plane. On contrôle précisément les lipides et les solutions pour examiner les propriétés intrinsèques du canal. Ce modèle simplifie l’étude, mais ne reproduit pas toutes les interactions ni régulations cellulaires.

Le choix dépend donc de la question : privilégier le tissu natif pour préserver le contexte, une expression hétérologue pour cibler un canal, ou une membrane artificielle pour contrôler son environnement immédiat. La culture primaire et les lignées offrent des compromis, avec une attention particulière aux changements de phénotype.

À potentiel, température et solutions constants, l’amplitude du courant d’un canal ouvert est généralement stable ; les ouvertures et fermetures apparaissent comme des paliers. Elle dépend de la conductance unitaire et de la force électromotrice : si Vm atteint Eion, le courant net s’annule même si le canal reste ouvert. Ainsi, une conductance constante n’empêche pas l’amplitude de varier lorsque la force motrice change.

La courbe I-V rapporte le courant au potentiel imposé. Pour un canal ohmique, sa pente est approximativement linéaire et donne la conductance ; l’intersection avec l’axe des potentiels, où I = 0, est le potentiel d’inversion. Pour un canal sélectif d’un seul ion, celui-ci se rapproche de son potentiel d’équilibre. Une courbe rectifiante n’est pas symétrique : le pore, un blocage dépendant du voltage ou des ions pénétrant dans le pore peuvent en être responsables.

La sélectivité dépend de la géométrie et des charges du pore, de sa chimie et du coût de déshydratation partielle de l’ion. Le rayon hydraté compte donc avec les interactions du filtre : la taille seule ne suffit pas. Substituer un ion ou modifier ses concentrations, puis mesurer le potentiel d’inversion, aide à évaluer sa contribution ; pour un canal perméable à plusieurs ions, l’inversion dépend de leurs perméabilités relatives et des concentrations.

La probabilité d’ouverture Po est la fraction du temps qu’un canal passe ouvert, entre 0 et 1. Pour un canal unique, on l’estime en divisant le temps ouvert par la durée analysée ; avec plusieurs canaux, il faut tenir compte des niveaux d’ouverture et ne pas confondre leur nombre avec Po. Le courant macroscopique dépend du courant unitaire i, du nombre de canaux fonctionnels N et de Po : une hausse du courant ne démontre donc pas à elle seule une hausse de conductance.

Le voltage déplace les éléments chargés du senseur et modifie la probabilité d’ouverture ; la relation peut être graduelle et non linéaire. Le Ca2+ intracellulaire peut stimuler ou inhiber selon le canal, tandis que H+ et le pH modifient l’activité en protonant ou déprotonant des résidus. L’ATP peut être ligand direct, mais intervient aussi dans la phosphorylation, les pompes et l’état métabolique ; l’AMPc agit par liaison à certains canaux ou indirectement par signalisation. Il faut distinguer liaison directe et action via un effecteur.

Les modulateurs pharmacologiques et toxines peuvent bloquer ou modifier l’activité : la TTX cible certains canaux sodiques voltage-dépendants, les dendrotoxines certains canaux KV, les conotoxines notamment certains canaux calciques, et des toxines de scorpion plusieurs canaux selon leur cible. L’ivacaftor (VX-770) module CFTR dans certaines situations de mucoviscidose. L’effet dépend de la spécificité, de la dose et du système étudié.

La structure primaire est l’ordre des acides aminés, déterminé par la séquence d’ADN et sa traduction. Un changement de séquence peut modifier le repliement, la stabilité, la localisation membranaire, la sélectivité ou la régulation du canal ; l’analyse des variants aide donc à relier gène et fonction.

Un brin d’ADN traverse un pore moléculaire, par exemple formé par l’alpha-hémolysine dans une bicouche lipidique. Les bases présentes dans le pore modifient la résistance et donc le courant mesuré ; l’analyse des variations permet de reconstruire la séquence. Ces faibles signaux exigent stabilité, bon rapport signal/bruit et traitement précis. Sanger et Maxam-Gilbert sont également mentionnés comme méthodes de séquençage.

La structure secondaire désigne les arrangements locaux stabilisés principalement par des liaisons hydrogène : hélices α et feuillets β. Les hélices transmembranaires sont fréquentes ; selon l’orientation de leurs chaînes latérales, elles interagissent avec les lipides ou tapissent le pore. Des feuillets β peuvent former des tonneaux β, notamment dans certaines protéines de membrane externe.

La structure tertiaire est le repliement tridimensionnel d’une chaîne entière ; elle organise le pore, les portes, les senseurs et les sites de régulation. Les interactions hydrophobes, ioniques, les liaisons hydrogène, les forces de Van der Waals et parfois les ponts disulfure y contribuent. Une mutation peut perturber le repliement, le trafic ou la fonction, même si le canal atteint la membrane.

La structure quaternaire correspond à l’association de sous-unités identiques ou différentes. Un canal homomérique réunit des sous-unités identiques ; un canal hétéromérique en combine plusieurs types. Leur nombre et leur arrangement contribuent à la forme du pore et à la régulation ; une mutation d’une sous-unité peut affecter tout le complexe.

Ces niveaux s’articulent : la séquence conditionne le repliement, l’assemblage construit l’architecture fonctionnelle, et les changements de conformation modifient conduction et régulation. Le pore laisse passer les ions ; son filtre de sélectivité favorise certains d’entre eux. La taille seule ne suffit pas : géométrie, charges, chimie des résidus et coût de déshydratation déterminent les interactions possibles.

Le pore constitue la voie de passage ; sa région la plus étroite, le filtre, stabilise certains ions et en exclut d’autres. Un ion perd souvent une partie de sa couche d’hydratation : les interactions avec le filtre doivent compenser ce coût énergétique. Ainsi, deux ions proches en taille peuvent être distingués par la géométrie et la chimie du pore.

Les portes ouvrent ou obstruent le pore par des mouvements conformationnels. Dans le récepteur nicotinique de l’acétylcholine, la fixation du ligand favorise le déplacement de segments transmembranaires M2. D’autres portes répondent au voltage, à l’étirement, à la température, au pH ou à des molécules intracellulaires.

Les canaux HCN sont activés par l’hyperpolarisation et modulés par les nucléotides cycliques. Les charges positives du segment S4 participent au senseur de voltage ; le domaine CNBD lie l’AMPc. La liaison modifie le comportement du canal et, par couplage avec la région intracellulaire et la porte, influence l’ouverture.

Des sites de liaison accueillent ions, nucléotides, médicaments, toxines ou protéines régulatrices. Leur fixation peut stabiliser un état ouvert, fermé ou inactivé, ou modifier probabilité d’ouverture et sensibilité au voltage. Les motifs ABC et Walker A/Walker B concernent certaines protéines de la famille ABC : ils ne se généralisent pas à tous les canaux.

Après congélation rapide, les images de nombreuses particules sont combinées pour reconstruire une structure tridimensionnelle proche de l’environnement natif. La méthode révèle pore, sous-unités, domaines de régulation et parfois plusieurs états conformationnels. Elle complète l’électrophysiologie : la structure suggère un mécanisme, tandis que les enregistrements en testent les conséquences fonctionnelles.

La loi d’Ohm relie tension, courant et résistance. Le courant augmente avec la tension appliquée et diminue si la résistance augmente ; on peut réarranger la relation pour calculer la grandeur manquante.

L’équation de Nernst donne le potentiel d’équilibre d’un ion à partir du rapport de ses concentrations externe et interne, de sa valence et de la température. À température proche de 37 °C, la forme décimale permet une estimation pratique. Conserver le rapport ext/int et le signe de la valence : les inverser change le résultat.

La bicouche lipidique sépare deux milieux aqueux et freine le passage direct des ions : les protéines membranaires assurent les échanges sélectifs. La membrane agit comme un condensateur, tandis que les canaux ouverts fournissent des voies conductrices. Potentiel, courant, résistance et conductance décrivent respectivement une différence électrique, un déplacement net de charges, son opposition et la facilité du passage. Le gradient électrochimique combine gradients chimique et électrique; le sens entrant ou sortant décrit le courant conventionnel, qui est opposé au déplacement physique des anions. L’électrophysiologie sert notamment à étudier l’activité nerveuse, musculaire et cardiaque, les épithéliums et les canalopathies.

Une légère dépression maintient cellule ou tissu contre l’ouverture, sans nécessairement perforer la membrane. La qualité du scellement et la position conditionnent le signal; une microélectrode intracellulaire, elle, traverse la membrane pour mesurer le potentiel transmembranaire.

Le patch-clamp applique une micropipette à la membrane et forme un scellement de haute résistance, le giga-seal, afin de réduire les fuites et mesurer de faibles courants. En current-clamp, on impose un courant et mesure le potentiel; en voltage-clamp, on impose le potentiel et mesure le courant. Un potentiel d’action typique associe dépolarisation par entrée de Na⁺, puis repolarisation liée notamment à l’inactivation sodique et à la sortie de K⁺.

Un canal purifié est inséré dans une bicouche reconstituée : la composition lipidique et les solutions sont contrôlables, mais le contexte cellulaire et ses régulations complexes sont absents. Les courants unitaires sont les paliers d’un canal ouvert; le courant macroscopique somme l’activité de plusieurs canaux.

La courbe représente le courant selon le potentiel imposé. Pour une relation linéaire, sa pente indique la conductance; l’intersection où I = 0 donne le potentiel d’inversion. Une courbe rectifiante n’est pas symétrique : ne pas inférer une conductance constante à partir d’une seule pente.

Dans les canaux voltage-dépendants, le champ électrique déplace des éléments chargés et favorise un changement conformationnel, modifiant la probabilité d’ouverture. La relation avec le potentiel peut être graduelle et non linéaire; NaV, KV et CaV en sont des exemples.

Un canal peut être fermé mais activable, ouvert ou inactivé. L’inactivation est un état non conducteur distinct de la fermeture : le canal doit récupérer avant de répondre de nouveau. Ainsi, les canaux NaV peuvent s’ouvrir puis s’inactiver pendant une dépolarisation persistante.

Le repliement tridimensionnel d’une chaîne organise pore, portes, senseurs et sites de régulation. Une mutation peut perturber le repliement, la stabilité ou l’insertion membranaire, ou modifier la fonction d’un canal pourtant correctement localisé.

Les portes ouvrent ou obstruent le pore par des mouvements conformationnels. Un voltage, la liaison d’un ligand, l’étirement, la température, le pH ou des molécules intracellulaires peuvent déclencher ces mouvements. Dans le récepteur nicotinique, la liaison du ligand mobilise notamment les segments M2 qui participent au pore.

La congélation rapide et la combinaison d’images de nombreuses particules permettent de reconstruire une structure tridimensionnelle proche de l’environnement natif. Elle révèle l’organisation des pores et des sous-unités, et complète l’électrophysiologie : la structure suggère un mécanisme, les mesures en testent les conséquences.

L’excitabilité repose sur les variations rapides du potentiel membranaire, rendues possibles par l’ouverture et la fermeture des canaux. Les canaux NaV et CaV contribuent à la dépolarisation, tandis que les canaux KV participent fréquemment à la repolarisation. Les canaux de fuite et les pompes maintiennent les gradients nécessaires. Le résultat dépend aussi de la cinétique et de la localisation des canaux, ainsi que des concentrations ioniques.

À l’arrivée d’un potentiel d’action dans une terminaison présynaptique, l’ouverture des canaux CaV permet l’entrée de Ca²⁺, qui déclenche la fusion des vésicules et la libération du neurotransmetteur. Celui-ci se fixe à des récepteurs postsynaptiques, qui peuvent être des canaux ligand-dépendants ou activer des voies de signalisation. Les courants postsynaptiques rapprochent ou éloignent le potentiel de la cellule cible de son seuil d’excitation.

Dans le cœur, des courants sodiques rapides, calciques et potassiques contribuent différemment selon le type cellulaire à l’activité électrique, sa propagation et au couplage excitation-contraction. Une anomalie peut modifier la durée du potentiel d’action ou la conduction et favoriser un trouble du rythme. Dans le muscle squelettique, les canaux membranaires et ceux du réticulum sarcoplasmique coordonnent l’excitation électrique et la libération du calcium nécessaire à la contraction.

Les canaux des membranes apicale et basolatérale, coordonnés aux pompes et cotransporteurs, assurent le passage sélectif des ions et permettent réabsorption ou sécrétion de solutés et d’eau. Dans le rein, leur distribution le long du néphron contribue à l’équilibre hydrique, à la concentration des urines et à la régulation du sodium, du potassium et du pH. Les hormones peuvent modifier leur quantité à la membrane ou leur probabilité d’ouverture.

Une canalopathie résulte d’une anomalie d’un canal ou de sa régulation. Une mutation peut altérer le pore, la sensibilité au voltage, l’inactivation, le trafic membranaire ou les interactions avec d’autres protéines ; ses conséquences dépendent du tissu où le canal est exprimé. Les bloqueurs et modulateurs sont des cibles thérapeutiques et des outils pour identifier les courants impliqués. Leur effet dépend de la spécificité de la molécule, de sa dose et du système étudié.

Les relations utiles relient le courant à la conductance et à la force motrice, puis le courant macroscopique à l’activité de la population de canaux. Elles permettent de distinguer un changement de courant unitaire d’un changement du nombre de canaux ou de leur probabilité d’ouverture.

Suivre cet ordre évite d’attribuer trop tôt un courant à un ion ou à un mécanisme précis.

Exemple : si le courant s’annule à un potentiel donné, ce point est le potentiel d’inversion ; pour un canal sélectif d’un ion unique, il se rapproche de son potentiel d’équilibre. Pour une courbe I-V linéaire, la pente estime la conductance, mais une relation rectifiante interdit de supposer une conductance constante à partir d’une seule pente. Les conditions ioniques déterminent les gradients et doivent être connues avant d’attribuer le signal.

Une hausse du courant macroscopique ne prouve pas une hausse de la conductance unitaire : elle peut venir de $i$, de $N$, de $P_o$ ou de la force motrice. De même, l’absence d’événements visibles ne démontre pas l’absence du canal : il peut être peu exprimé, fermé pendant l’enregistrement ou non détectable. Enfin, une comparaison entre expériences exige de vérifier température, solutions, potentiel imposé, filtrage et configuration de patch-clamp ; une résistance d’accès excessive dégrade le contrôle du potentiel, tandis qu’un filtrage fort peut masquer des événements brefs.